B2 · Enzymologie
Enzymes allostériques et régulation covalente
Décrire les propriétés cinétiques sigmoïdes des enzymes allostériques et les modèles concerté et séquentiel. Présenter la régulation par modification covalente réversible, notamment la phosphorylation, et par clivage protéolytique de zymogènes.
Biochimie structurale et métabolique7 min de lecture17 QCM corrigés
Principes de la régulation allostérique
La vitesse d’une enzyme ne dépend pas seulement de la concentration en substrat. Certaines enzymes changent d’activité lorsque des molécules se fixent en un lieu distinct du site actif. Cette organisation permet de relier rapidement l’activité enzymatique aux besoins métaboliques de la cellule.
Le ligand allostérique stabilise une conformation particulière de l’enzyme. Comme la conformation détermine l’organisation du site actif, la fixation en un point de la protéine modifie indirectement l’affinité apparente pour le substrat ou l’efficacité catalytique.
Les enzymes allostériques sont fréquemment constituées de plusieurs sous-unités. Les interactions entre ces sous-unités permettent à la fixation d’un ligand sur l’une d’elles d’influencer les autres.
Un effecteur est dit homotrope lorsqu’il est lui-même le substrat de l’enzyme. Il est dit hétérotrope lorsqu’il est différent du substrat. Le substrat peut donc exercer une coopération homotrope, tandis que d’autres métabolites ajustent l’activité en fonction de l’état de la cellule.
Cinétique sigmoïde et coopérativité
Origine de la forme sigmoïde
Pour une enzyme michaelienne simple, la relation entre la vitesse initiale et la concentration en substrat est hyperbolique. Cette cinétique, étudiée dans la fiche précédente, ne doit pas être redéveloppée ici.
Chez une enzyme allostérique coopérative, la courbe peut être sigmoïde, c’est-à-dire en forme de S. À faible concentration en substrat, l’enzyme présente une activité limitée. La fixation des premières molécules de substrat favorise ensuite une conformation ayant une affinité apparente plus élevée, ce qui facilite les fixations suivantes. La vitesse augmente alors fortement dans une zone étroite de concentrations avant de tendre vers la vitesse maximale.
La coopérativité positive signifie que la fixation d’un ligand facilite les fixations suivantes. La coopérativité négative signifie qu’elle les rend moins favorables. Une cinétique fortement sigmoïde traduit généralement une coopérativité positive.
Cette propriété transforme l’enzyme en système sensible aux variations de concentration. Autour de la zone d’inflexion, une variation limitée de la concentration en substrat peut provoquer une variation importante de vitesse.
Concentration de demi-saturation et coefficient de Hill
Pour une enzyme allostérique, on emploie souvent plutôt que la constante de Michaelis .
Une description simplifiée de la coopérativité est fournie par l’équation de Hill.
Lorsque , la coopérativité apparente est positive. Lorsque , aucune coopérativité n’est détectée par cette description. Lorsque , la coopérativité apparente est négative.
Un effecteur positif déplace souvent la courbe vers les faibles concentrations en substrat, ce qui diminue . Un effecteur négatif la déplace souvent vers les concentrations plus élevées, ce qui augmente . Selon le mécanisme, les effecteurs peuvent aussi modifier .
Modèles moléculaires de l’allostérie
Deux modèles classiques expliquent la transmission d’un changement de conformation entre les sous-unités.
Modèle concerté de Monod, Wyman et Changeux
Le modèle de Monod, Wyman et Changeux, ou modèle MWC, suppose que l’enzyme oligomérique existe spontanément en équilibre entre deux états conformationnels principaux :
- l’état T, dit tendu, généralement de faible affinité apparente pour le substrat ;
- l’état R, dit relâché, généralement de forte affinité apparente.
Dans ce modèle, toutes les sous-unités d’une même molécule changent d’état simultanément. Une molécule enzymatique est donc entièrement dans l’état T ou entièrement dans l’état R. Le substrat se fixe préférentiellement à l’état R et stabilise celui-ci. À mesure que la concentration en substrat augmente, l’équilibre de la population enzymatique se déplace vers R.
Un activateur allostérique stabilise préférentiellement R, tandis qu’un inhibiteur allostérique stabilise préférentiellement T. La fixation du ligand ne crée donc pas nécessairement l’état conformationnel : elle sélectionne et stabilise un état déjà accessible.
Modèle séquentiel de Koshland, Némethy et Filmer
Le modèle de Koshland, Némethy et Filmer, ou modèle KNF, repose sur un changement conformationnel induit par la fixation du ligand. Lorsqu’un ligand occupe une sous-unité, celle-ci change de conformation. Cette modification influence progressivement les sous-unités voisines et modifie leur affinité.
Les transitions ne sont pas obligatoirement simultanées. Une même molécule enzymatique peut donc contenir temporairement des sous-unités dans des conformations différentes. Ce modèle rend compte aussi bien d’interactions coopératives positives que négatives.
Modification covalente réversible
L’activité enzymatique peut aussi être régulée par l’ajout ou le retrait réversible d’un groupement chimique lié par une liaison covalente. Cette régulation modifie directement la structure chimique de l’enzyme et, par conséquent, sa conformation, sa localisation, sa stabilité ou son activité catalytique.
Phosphorylation et déphosphorylation
La phosphorylation est la modification covalente réversible la plus classique. Une protéine kinase transfère généralement le phosphate terminal de l’ATP sur le groupement hydroxyle d’un résidu sérine, thréonine ou tyrosine de la protéine cible.
Une phosphoprotéine phosphatase retire ce phosphate par hydrolyse. Kinase et phosphatase constituent ainsi un système antagoniste dont l’activité peut elle-même être régulée.
L’ajout d’un phosphate introduit des charges négatives et crée de nouvelles possibilités d’interactions électrostatiques. Il peut donc provoquer un changement conformationnel, modifier l’accessibilité du site actif ou créer un site de reconnaissance pour une autre protéine.
Cette régulation est adaptée à la coordination métabolique, car un même signal peut contrôler plusieurs kinases ou phosphatases et modifier simultanément l’activité de nombreuses enzymes.
Activation protéolytique des zymogènes
Le clivage rompt une ou plusieurs liaisons peptidiques. Il retire un segment inhibiteur ou permet une réorganisation conformationnelle qui forme le site actif fonctionnel. Contrairement à la phosphorylation, cette modification n’est pas réversible sur la molécule clivée : les liaisons peptidiques retirées ne sont pas restaurées par une réaction inverse simple.
L’activation de zymogènes permet :
- de synthétiser une enzyme sous une forme inactive ;
- d’éviter une activité prématurée dans la cellule productrice ;
- de déclencher rapidement l’activité au lieu requis ;
- d’amplifier un signal lorsqu’un zymogène activé en active plusieurs autres.
L’arrêt du processus nécessite donc l’inhibition, l’élimination ou la dégradation de l’enzyme active, puis éventuellement la synthèse d’un nouveau précurseur.
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